Citometría

Grupo Citometría

Citometría

 

Responsable: Dra. Virginia Vila de Sol

E-mail: Citometria.hnp@sescam.jccm.es

 

La Citometría de Flujo es una tecnología de análisis celular, que permite la caracterización de distintas poblaciones y subpoblaciones celulares en base a la cuantificación simultánea de distintas propiedades fenotípicas, bioquímicas y/o moleculares de las mismas. Este análisis multiparamétrico se realiza mediante el marcaje de las células con distintas sondas y/o anticuerpos fluorescentes específicos de uno o varios parámetros celulares, y se adquiere y analiza en un citómetro de flujo a velocidades de  miles de células/segundo.

 

Funcionamiento de un citómetro de flujo

 

Como complemento al análisis multiparamétrico, la separación celular por citometría de flujo o “cell sorting” permite la separación física de partículas en base a la expresión diferencial de uno o varios parámetros analizables por técnicas de citometría de flujo analítica.

 

Desde el año 2006, el Servicio de Citometría de Flujo (CITF-SAI-HNP) forma parte del conjunto de Servicios de Apoyo a la Investigación del Hospital Nacional de Parapléjicos (SAI-HNP). En nuestro servicio, proporcionamos el equipamiento necesario para la realización de ensayos multiparamétricos de distinta índole, y para la separación de poblaciones celulares a partir de muestras complejas. Asimismo, damos soporte a los investigadores del centro, tanto básicos como clínicos, en lo que respecta al diseño, realización, análisis e interpretación de experimentos realizados mediante citometría de flujo. Además, podemos ofrecer estos servicios a otras instituciones públicas y empresas privadas del entorno (consultar condiciones Citometria.hnp@sescam.jccm.es).

 

Por otro lado, desde el CITF-SAI-HNP consideramos que una buena formación en citometría de flujo es fundamental. Por ello, organizamos cursos de carácter teórico-práctico en  Citometría de Flujo y Análisis de datos, acreditados por el Instituto de Ciencias de la Salud de Castilla-La Mancha, así como dentro del programa de Formación Continuada del HNP. (Ver cursos anteriores).

 

 

Equipos disponibles

 

Citómetro analizador FACS Canto II (BD Biosciences)

Equipo que permite el análisis de hasta ocho fluorescencias distintas, gracias a la utilización de sus tres líneas de láser (azul, 488 nm; rojo, 633 nm y violeta, 405 nm) y de sus ocho detectores independientes. Este equipo permite el análisis multiparamétrico de poblaciones celulares complejas.

Citómetro analizador FACS Canto II (BD Biosciences)

TABLA CONFIGURACIÓN FACS Canto II

Citómetro separador FACS Aria IIu (BD Biosciences)

Este equipo permite la detección de hasta nueve fluorescencias distintas, gracias a su configuración actual con tres líneas de láser (azul, 488 nm; rojo, 633 nm y violeta, 405 nm), y tiene capacidad para detectar hasta 11 parámetros distintos. Su característica más importante es que permite la separación física a alta velocidad de poblaciones celulares, en base a la expresión diferencial de uno o varios parámetros analizables por técnicas de citometría de flujo, para su posterior utilización en ensayos bioquímicos, moleculares o incluso, de diferenciación celular.
Dispone de una unidad ACDU (Automated Cell Deposition Unit), que permite la recolección de las células separadas en placas multipocillo o portaobjetos.
Dispone de una unidad de control de temperatura de los soportes de recogida, tanto para tubos como para placas. Rango de temperatura: de 4 ºC a 42 ºC.

Citómetro separador FACS Aria IIu (BD Biosciences)

TABLA CONFIGURACIÓN FACS Aria IIu

Sistema de separación magnética MACS (Miltenyi Biotec)

Sistema para separar células marcadas con anticuerpos acoplados a microesferas magnéticas en columnas. 2 tipos de imanes: OctoMACS, para columnas MS (hasta 108 células totales) y MidiMACS, para columnas LS (hasta 109 células totales).

Más información

 

 

 

TÉCNICAS DISPONIBLES

  • Inmunofenotipaje: marcaje extracelular y/o intracelular con anticuerpos conjugados con fluorocromos. Análisis multiparamétrico de hasta 9 colores.
  • Análisis de ciclo celular (Ioduro de propidio, Vybrant DyeCycleTM)
  • Análisis de expresión de genes indicadores/reporteros (GFP y variantes)
  • Medida de proliferación celular (Tag-It Violet, CFSE, incorporación de BrdU)
  • Ensayos de apoptosis (Anexina V, fase sub-G1)
  • Ensayos “multiplex” para moléculas solubles (ej. Citoquinas)
  • Análisis funcional: estado redox, fagocitosis, lípidos
  • Separación celular activada por fluorescencia (FACS) separación de eventos raros a alta velocidad, separación de células frágiles, etc. Posibilidad de separar hasta cuatro poblaciones distintas, además de separar en placas multipocillo  o en portaobjetos. Control de Tª.
  • Separación celular magnética: Sistema Miltenyi Biotec.

 

 

Haz click aquí para conocer nuestras tarifas

 

 

Objetivos

 

Las funciones principales del Servicio de Citometría de Flujo son:

 

1) Asesorar a los investigadores sobre las distintas técnicas de citometría de flujo, así como optimizar de forma personalizada, el aislamiento de poblaciones celulares de distinta procedencia.

 

2) Proporcionar apoyo científico y técnico, mediante la colaboración con los investigadores en el diseño experimental y en la interpretación de los resultados, así como en la preparación de los mismos para su publicación.

 

3) Desarrollar y optimizar nuevas aplicaciones de citometría de flujo en el campo de la Neurociencia, mediante la incorporación de nuevas técnicas y reactivos.

 

4) Realizar aislamientos celulares por cell sorting (purificación o enriquecimiento), a partir de muestras de distinta procedencia: tejido nervioso, células de tipo neural en cultivo, células modificadas, sangre periférica de pacientes, otros tejidos, etc.

 

5) Formar a los usuarios en técnicas de Citometría de Flujo, en la utilización del citómetro BD FACSCanto-II, así como en los distintos programas de análisis de datos.

 

 

PUBLICACIONES

- Moliné-Velázquez VM, Cuervo H, Vila-del Sol, V, Ortega MC, de Castro F and Clemente D. “Myeloid-derived suppressor cells limit the inflammation by promoting T lymphocyte apoptosis in the spinal cord of a murine model of multiple sclerosis” Brain Pathology (2011), Vol. 21 (6) pp. 679-691. doi: 10.1111/j.1750-3639.2011.00495.x.
    
- Arevalo-Martin A, Molina-Holgado E and Guaza C. “A CB1/CB2 receptor agonist, WIN 55,212-2, exerts its therapeutic effect in a viral autoimmune model of multiple sclerosis by restoring self-tolerance to myelin” Neuropharmacology  (2012), Vol. 63 (6), pp. 385-393 doi: 10.1016/j.neuropharm.2012.04.012

- Mouriño-Alvarez L., Calvo E., Moreau J., Padial L.R., Lopez J.A., Barderas M.G., Gil-Dones F. “Proteomic Characterization of EPCs and CECs "in vivo" from Acute Coronary Syndrome patients and Control subjects.” Biochim Biophys Acta. 2013 Apr;1830(4):3030-53. doi: 10.1016/j.bbagen.2012.12.014.

- Velasco S., Díez-Revuelta N, Hernández-Iglesias T., Kaltner H, André S., Gabius H.J. and Abad- Rodríguez J. “Neuronal Galectin-4 is required for axon growth and for the organization of axonal membrane L1 delivery and clustering” J. Neurochem. (2013) Apr;125(1):49-62 doi: 10.1111/jnc.12148

- Medina-Rodríguez EM, Arenzana FJ, Bribián A, de Castro F. "Protocol to isolate a large amount of functional oligodendrocyte precursor cells from the cerebral cortex of adult mice and humans” PLoS One. (2013) Nov 26;8(11):e81620. doi: 10.1371/journal.pone.0081620. eCollection 2013.

- Moliné-Velázquez V, Ortega MC, Vila del Sol V, Melero-Jerez C, de Castro F, Clemente D. “The synthetic retinoid Am80 delays recovery in a model of multiple sclerosis by modulating myeloid-derived suppressor cell fate and viability” Neurobiol Dis. (2014) Jul;67:149-64. doi: 10.1016/j.nbd.2014.03.017.

- Reigada D, Nieto-Díaz M, Navarro-Ruiz R, Caballero-López MJ, Del Águila A, Muñoz-Galdeano T, Maza RM. "Acute administration of ucf-101 ameliorates the locomotor impairments induced by a traumatic spinal cord injury” Neuroscience. (2015) Aug 6; 300: 404-17. doi: 10.1016/j.neuroscience.2015.05.036.

- Doncel-Pérez E, Mateos-Hernández L, Pareja E, García-Forcada Á, Villar M, Tobes R, Romero Ganuza F, Vila-Del Sol V, Ramos R, Fernández de Mera IG, de la Fuente J. "Expression of Early Growth Response Gene-2 and Regulated Cytokines Correlates with Recovery from Guillain-Barré Syndrome” J Immunol. (2016) Feb 1;196(3):1102-7. doi: 10.4049/jimmunol.1502100

- Moliné-Velázquez V, Vila-Del Sol V, de Castro F, Clemente D. “Myeloid cell distribution and activity in multiple sclerosis” Histol Histopathol. (2016)  Apr; 31(4):357-70. doi: 10.14670/HH-11-699.

- Suardíaz M1, Clemente D2, Marin-Bañasco C3, Orpez T3, Hurtado-Guerrero I3, Pavía J4, Pinto-Medel MJ5, De Castro F2, Leyva L5, Fernández O5, Oliver B “Recombinant soluble IFN receptor (sIFNAR2) exhibits intrinsic therapeutic efficacy in a murine model of Multiple Sclerosis” Neuropharmacology. (2016) Nov;110(Pt A):480-492. doi: 10.1016/j.neuropharm.2016.07.026.

- Macrez R, Ortega MC, Bardou I, Mehra A, Fournier A, Van der Pol SM, Haelewyn B, Maubert E, Lesept F, Chevilley A, de Castro F, De Vries HE, Vivien D, Clemente D, Docagne F. “Neuroendothelial NMDA receptors as therapeutic targets in experimental autoimmune encephalomyelitis” Brain. (2016) Sep; 139(Pt 9): 2406-19. doi:10.1093/brain/aww172.

- Reigada D, Navarro-Ruiz RM, Caballero-López MJ, Del Águila Á, Muñoz-Galdeano T, Maza RM, Nieto-Díaz M. "Diadenosine tetraphosphate (Ap4A) inhibits ATP-induced excitotoxicity: a neuroprotective strategy for traumatic spinal cord injury treatment” Purinergic Signal. (2017) Mar;13(1):75-87. doi: 10.1007/s11302-016-9541-4

- Marin-Bañasco C, Benabdellah K, Melero-Jerez C, Oliver B, Pinto-Medel MJ, Hurtado-Guerrero I, de Castro F, Clemente D, Fernández O, Martin F, Leyva L, Suardíaz M. "Gene therapy with mesenchymal stem cells expressing IFN-ß ameliorates neuroinflammation in experimental models of multiple sclerosis” Br J Pharmacol. (2017) Feb; 174(3):238-253. doi: 10.1111/bph.13674.

- de la Cuesta F, Baldan-Martin M, Moreno-Luna R, Alvarez-Llamas G, Gonzalez-Calero L, Mourino-Alvarez L, Sastre-Oliva T, López JA, Vázquez J, Ruiz-Hurtado G, Segura J, Vivanco F, Ruilope LM, Barderas MG. “Kalirin and CHD7: novel endothelial dysfunction indicators in circulating extracellular vesicles from hypertensive patients with albuminuria” Oncotarget. (2017) Feb 28;8(9):15553-15562. doi: 10.18632/oncotarget.14948.

- Mecha M, Feliú A, Machín I, Cordero C, Carrillo-Salinas F, Mestre L, Hernández-Torres G, Ortega-Gutiérrez S, López-Rodríguez ML, de Castro F, Clemente D, Guaza C.” 2-AG limits Theiler's virus induced acute neuroinflammation by modulating microglia and promoting MDSCs” Glia. (2018) Jul; 66(7):1447-1463. doi: 10.1002/glia.23317.

 

 

Personal

 

Dra. Virginia Vila del Sol. Responsable Científica del servicio

Email: vvila@sescam.jccm.es

Ángela Marquina Rodríguez. Ayudante de Investigación

Email: amarquinar@externas.sescam.jccm.es

María José González López. Técnico Especialista de Laboratorio

Email: mjgonzalezl@sescam.jccm.es

 

 

 

Contacto

 

Servicio de Citometría de Flujo

Edif. Investigación Lab. i1-22/23

Hospital Nacional de Parapléjicos

Finca La Peraleda s/n

45071-Toledo

España

 

 

Email: Citometria.hnp@sescam.jccm.es

Telf. 1: (+34) 925 396 833

Telf. 2: (+34) 925 247 700 Ext. 47168

Fax: (+34) 925 396 821